- Код статьи
- S30345103S0016675825020101-1
- DOI
- 10.7868/S3034510325020101
- Тип публикации
- Статус публикации
- Опубликовано
- Авторы
- Том/ Выпуск
- Том 61 / Номер выпуска 2
- Страницы
- 98-102
- Аннотация
- Коралловые полипы являются объектом для различных исследований, в том числе в области молекулярной биологии. На данный момент большое внимание уделяется молекулярным исследованиям кораллов подкласса Hexacorallia. Для этой цели мы установили и охарактеризовали последовательности генов β-actin и 36B4 из мягкого коралла Sclerophytum heterospiculatum (Verseveldt, 1970). Гены 36B4 и β-actin необходимы для нормального функционирования клеток, отличаются высокой консервативностью между таксонами, что подтверждается филогенетическим деревом, полученным в этой работе.
- Ключевые слова
- Cnidaria Octocorallia актин RPLP0 36B4
- Дата публикации
- 01.02.2025
- Год выхода
- 2025
- Всего подписок
- 0
- Всего просмотров
- 24
Библиография
- 1. Daly M., Brugler M.R., Cartwright P. et al. The phylum Cnidaria: A review of phylogenetic patterns and diversity 300 years after Linnaeus* // Zootaxa. 2007. V. 1668. P. 127–182. https://doi.org/10.5281/zenodo.180149
- 2. Tursch B., Tursch A. The soft coral community on a sheltered reef quadrat at Laing Island (Papua New Guinea) // Mar. Biol. 1982. V. 68. P. 321–332. https://doi.org/10.1007/bf00409597
- 3. Fabricius K.E. Soft coral abundance on the central Great Barrier Reef: Effects of Acanthaster planci, space availability, and aspects of the physical environment // Coral Reefs. 1997. V. 16. P. 159–167. https://doi.org/10.1007/s003380050070
- 4. Boilard A., Dube C.E., Gruet C. et al. Defining coral bleaching as a microbial dysbiosis within the coral holobiont // Microorganisms. 2020. V. 8. https://doi.org/10.3390/microorganisms8111682
- 5. Sikorskaya T.V., Ermolenko E.V. Changes of phospholipid molecular species profile upon bleaching and subsequent restoration of coral sinularia heterospiculata // Chem. Nat. Compd. 2024. V. 60. P. 215–219. https://doi.org/10.1007/s10600-024-04291-w
- 6. Dean J.M., Lodhi I.J. Structural and functional roles of ether lipids // Protein Cell. 2018. V. 9. P. 196–206. https://doi.org/10.1007/s13238-017-0423-5
- 7. Karge W.H., Schaefer E.J., Ordovas J.M. Quantification of mRNA by polymerase chain reaction (PCR) using an internal standard and a nonradioactive detection method // Methods Mol. Biol. 1998. V. 110. P. 43–61. https://doi.org/10.1385/1-59259-582-0:43
- 8. Kozera B., Rapacz M. Reference genes in real-time PCR // J. Appl. Genet. 2013. V. 54. P. 391–406. https://doi.org/10.1007/s13353-013-0173-x
- 9. Nguyen L.-T., Schmidt H.A., von Haeseler A. et al. IQ-TREE: A fast and effective stochastic algorithm for estimating maximum-likelihood phylogenies // Mol. Biol. Evol. 2015. V. 32. P. 268–274. https://doi.org/10.1093/molbev/msu300
- 10. Hoang D.T., Chernomor O., von Haeseler A. et al. Ufboot2: Improving the ultrafast bootstrap appro-ximation // Mol. Biol. Evol. 2018. V. 35. P. 518–522. https://doi.org/10.1093/molbev/msx281
- 11. Kalyaanamoorthy S., Minh B.Q., Wong T.K.F. et al. ModelFinder: Fast model selection for accurate phylogenetic estimates // Nat. Methods. 2017. V. 14. P. 587–589. https://doi.org/10.1038/nmeth.4285
- 12. Gagou M., Ballesta J.P., Kouyanou S. Cloning and characterization of the ribosomal protein CcP0 of the medfly Ceratitis capitata // Insect. Mol. Biol. 2000. V. 9. P. 47–55. https://doi.org/10.1046/j.1365-2583.2000.00156.x
- 13. Kabsch W., Vandekerckhove J. Structure and function of actin // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 1992. V. 21. P. 49–76. https://doi.org/10.1146/annurev.bb.21.060192.000405
- 14. Ishii K., Washio T., Uechi T. et al. Characteristics and clustering of human ribosomal protein genes // BMC Genomics. 2006. V. 7. P. 37. https://doi.org/10.1186/1471-2164-7-37
